PROJETS

Afin d’éviter les conséquences néfastes dues à la présence de lésions au niveau de l’ADN, tous les organismes possèdent divers mécanismes de réparation de ces dommages. L’un de ces mécanismes étant le NER (Nucleotide Excision Repair). Le NER élimine toutes les lésions qui induisent une torsion importante de la molécule d’ADN et plus particulièrement les lésions provoquées par les rayons ultraviolets (UV) : les Dimères de Cyclo-Pyrimidine ou les 6-4 PhotoProduits, CPD ou 6-4PP. Le mécanisme de réparation NER se divise en deux voies qui se distinguent par la localisation des lésions dans le génome. Le Global Genome Repair (GGR ou GG-NER) répare les lésions apparaissant sur les régions inactives ou non-transcrites de l’ADN alors que la seconde voie, la Transcription-Coupled Repair (TCR ou TC-NER), répare les lésions situées sur le brin transcrit des gènes en cours de transcription.

Le système de réparation NER est relié à diverses maladies génétiques rares, classées en trois groupes de syndromes NER-dépendants. Le premier groupe concerne les patients atteints de Xeroderma Pigmentosum (XP), également appelés les « enfants de la lune » du fait de leur impossibilité à s’exposer au soleil sous peine de développer des cancers cutanés. Les deux autres groupes concernent des maladies progéroïdes : le syndrome de Cockayne (CS) et la TrichoThioDystrophie (TTD). A noter que les patients CS et TTD n’ont pas un risque plus important de développer des cancers mais présentent de sévères atteintes neurologiques et des problèmes de développement. Notamment, les patients atteints du syndrome de Cockayne présentent des neuropathologies progressives telles qu’une démyélinisation du système nerveux central et périphérique, ainsi qu’un retard mental et une surdité.

LA REPARATION DE L’ADN ET LA TRANSCRIPTION DANS LES ORGANISMES VIVANTS

Afin de permettre l’analyse de la réparation de l’ADN et la transcription dans les tissus vivants, nous avons généré deux nouveaux modèles murins : un modèle de souris knock-in Xpb^y/y exprimant une version fluorescence de la protéine XPB (sous-unité de TFIIH) pour étudier le NER et la transcription et modèle de souris un knock-in Fen1^y/y exprimant la protéine Fen-1 (Flap-endonucléase-1) marquée par la protéine fluorescence YFP (Yellow Fluorescent Protein) pour étudier la réparation par excision de bases (BER) et la réplication. Les deux protéines fluorescentes sont entièrement fonctionnelles et les deux modèles murins sont source de connaissances sur les propriétés spatio-temporelles de la réparation de l’ADN in vivo.

Grace à ces nouveaux modèles murins, nous avons poussé l’analyse de la dynamique des protéines dans les cellules vivantes et la microscopie moléculaire à un niveau de sophistication sans précédent, réalisant des expérimentes de FRAP (Fluorescent Recovery After Photobleaching), pour la première fois, dans les tissus vivants de mammifère.

Nos objectifs pour ce projet sont :

1. Etudier la structure de la chromatine dans différentes cellules post-mitotiques.
2. Mesurer la performance de la réparation de l’ADN dans les cellules somatiques dans leur microenvironnement naturel.
3. Reconstituer in vitro l’environnement chromatine trouvé dans les cellules post-mitotiques.

LA REPRISE DE LA TRANSCRIPTION APRES REPARATION DE L’ADN

Lorsque les lésions de l’ADN sont situées sur un gène transcrit, la transcription est bloqué au niveau du site endommagé et bloque l’ARN Polymérase 2. La réparation de l’ADN couplée à la transcription (TCR) va restaurer l’intégrité du génome et permet a la transcription de reprendre.

Au cours de la TCR deux phases se distinguent : la réparation des lésions du brin en cours de transcription et la Reprise de la Transcription après Réparation des lésions (RTR). Bien que le processus de réparation couplée à la transcription (TCR) aie été largement décrypté, les mécanismes moléculaires de la RTR et particulièrement les acteurs protéiques impliqués dans ce mécanisme restent à ce jour très peu connus.

La régulation de la RTR est cruciale du fait qu’une reprise incorrecte, voire inexistante, de la transcription conduit au dysfonctionnement de la cellule déclenchant l’apoptose, contribuant ainsi au vieillissement des tissus.Nos objectifs pour ce projet sont :

1. Déterminer les modifications post-traductionnelles de l’ARN Polymérase 2 qui sont strictement nécessaires pour le redémarrage de la transcription.
2. Identifier quelles kinases sont nécessaires au redémarrage de la transcription.

LA REPARATION DE L’ADN RIBOSOMIQUE

La biogenèse des ribosomes est l’activité cellulaire la plus coûteuse énergétiquement, en particulier pour les cellules avec un métabolisme élevé, tels que les neurones. Plus de 60% de la transcription cellulaire est une transcription par l’ARN Polymérase 1.

Cette transcription est la première étape limitant de la biogenèse des ribosomes, et est dédié spécifiquement à produire les ARN ribosomiaux (ARNr) a partir de l’ADN ribosomique (ADNr) situé dans le nucléole.

Dans la réparation de l’ADN, des territoires inexplorés restent encore à découvrir; la réparation de l’ADN ribosomial est l’un de ces territoires. La nécessité d’acquérir des connaissances dans ce domaine est de plus en plus évidente, compte tenu de l’importance de la biogenèse des ribosomes pour les cellules comme les neurones et les myocytes, qui nécessitent une grande quantité de protéines et donc une grande quantité de ribosomes. Plus précisément, les problèmes neurologiques chez les patients CS et TTD pourraient être dus à des problèmes dans la biogenèse des ribosomes. Nous avons récemment démontré que l’ADN ribosomial est réparé par le mécanisme de TCR et que, pendant cette réaction de réparation, l’ARN Polymérase 1 est déplacé à la frontière du nucléole.Nos objectifs pour ce projet sont :

1. Déterminer quelles sont les protéines de la réparation qui contribuent à la réparation de l’ADN ribosomial.
2. Découvrir des nouvelles protéines de la réparation qui contribuent à la réparation de l’ADN ribosomial.
3. Etudier en détail et dans l’espace et le temps le repositionnement de l’ARN Polymérase 1 lors de la réparation d’ADN.
4. Identifier les protéines qui contrôlent le déplacement de l’ARN Polymérase 1.

SÉLECTION DE PUBLICATIONS

XAB2 Dynamics during DNA Damage-Dependent Transcription Inhibition
Donnio LM, Cerutti E, Magnani C, Neuillet D, Mari PO, Giglia-Mari G.
Elife. 2022 Jul 26;11:e77094.
doi: 10.7554/eLife.77094.
PMID: 3588086

A stable XPG protein is required for proper ribosome biogenesis: Insights on the phenotype of combinate Xeroderma Pigmentosum/Cockayne Syndrome patients.
Taupelet F, Donnio LM, Magnani C, Mari PO, Giglia-Mari G.
PLoS One. 2022 Jul 8;17(7):e0271246.
doi: 10.1371/journal.pone.0271246.
PMID:35802638

Actin and Nuclear Myosin I are responsible for nucleolar reorganization during DNA Repair
Cerutti E , Daniel L, Donnio LM, Neuillet D, Magnani C, Mari PO, Giglia-Mari G.
doi: https://doi.org/10.1101/646471

Cell-type specific concentration regulation of the basal transcription factor TFIIH in XPBy/y mice model.
Donnio LM, Miquel C, Vermeulen W, Giglia-Mari G, Mari PO.
Cancer Cell International. 2019 Sep 10;19:237.
doi: 10.1186/s12935-019-0945-4.
PMID : 31516394

CSB-Dependent Cyclin-Dependent Kinase 9 Degradation and RNA Polymerase II Phosphorylation during Transcription-Coupled Repair.
Donnio LM, Lagarou A, Sueur G, Mari PO, Giglia-Mari G.
Molecular and Cellular Bioliolgy. 2019 Mar 1;39(6). pii: e00225-18.
doi: 10.1128/MCB.00225-18.
PMID: 30602496

Mechanistic insights in transcription-coupled nucleotide excision repair of ribosomal DNA.
Daniel L, Cerutti E, Donnio LM, Nonnekens J, Carrat C, Zahova S, Mari PO, Giglia-Mari G.
Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 2018 Jul 17;115(29):E6770-E6779.
doi:10.1073/pnas.1716581115.
PMID: 29967171

FINANCEMENTS

AFM Myoneuralp (2022-2027)

INCA (2019-2023)

Ligue contre le Cancer (2020-2022)